Biegunka poantybiotykowa

Chcesz dowiedzieć się więcej? Weź udział w IX Kongresie Forum Pediatrii Praktycznej "Cztery Pory Roku"!

Rozpoznanie zakażenia potwierdzają testy ELISA w kale wykrywające najlepiej obie toksyny jednocześnie (A i B). Ich czułość jest bardzo dobra (94–100%), jednak swoistość jest jedynie zadowalająca (88–93%). Wyższą swoistością i czułością cechują się metody biologii molekularnej, nie są one jednak powszechnie dostępne. Pomocniczą rolę odgrywa badanie endoskopowe. 

W zapobieganiu zasadniczą rolę odgrywa zmniejszenie niepotrzebnej podaży antybiotyków, ogólna higiena, mycie rąk, stosowanie rękawiczek, kohortacja i izolacja pacjentów. Udowodnioną rolę mają także probiotyki – Sacharomyces boulardii i Lactobacillus GG (spadek ryzyka o 60–70%). 

W łagodniejszych postaciach zakażenia poza odstawieniem antybiotyku, w leczeniu stosowany jest metronidazol, a w cięższych wankomycyna (oba leki doustnie lub doodbytniczo). W nawrotach stosowane są wankomycyna (metodą zwykłą, pulsacyjną lub zmniejszających się dawek), Saccharomyces boulardii, rifaksymina. Nowymi rozwiązaniami terapeutycznymi są nitazoksanid i fidaksomycyna, a także transplantacja mikrobioty jelitowej od zdrowego dawcy.

Biegunka poantybiotykowa to częsty problem, z jakim styka się zarówno lekarz pierwszego kontaktu, jak i klinicysta. Dotyka ona blisko 20% przyjmujących antybiotyki (w 2/3 przypadków bezpośredniej przyczyny nie udaje się ustalić, w 1/3 czynnikiem etiologicznym jest C. difficile). Według własnych badań częstość biegunki poantybiotykowej u dzieci w Polsce wynosi ok. 17%, a antybiotykami najczęściej ją wywołującymi była: amoksycylina (35%), parenteralnie podawany cefuroksym (31,6%) i amoksycylina z kwasem klawulanowym (29,4%). Zdecydowanie rzadziej biegunka występowała u otrzymujących penicylinę (5,6%) oraz cefuroksym w postaci proleku (aksetyl cefuroksymu) (3,3%). Nie odnotowano żadnego przypadku biegunki poantybiotykowej podczas leczenia makrolidami.

Biegunka poantybiotykowa (ang. Antibiotic Associated Diarrhea, AAD) to szerokie pojęcie, w którego skład wchodzą: wtórne do antybiotykoterapii i dysbakteriozy zaburzenia trawienia i wchłaniania cukrów (biegunka osmotyczna), biegunka wywołana przez bezpośrednie toksyczne oddziaływanie antybiotyku na enterocyty, reakcje alergiczne, dekoniugacja kwasów żółciowych, stymulacja perystaltyki przez motylinopodobne działanie np. erytromycyny, namnażanie się grzybów (np. Candida albicans) oraz biegunka związana z zakażeniem toksynotwórczymi szczepami Clostridium difficile (C. difficile) – (ang. C. difficile Infection, CDI). Najcięższą postacią biegunki związanej z CDI jest rzekomobłoniaste zapalenie jelita grubego (ang. Pseudomembranous Colitis, PMC) występujące częściej u dorosłych niż u dzieci. Wyjątkowo, zwłaszcza u dorosłych, obraz biegunki poantybiotykowej zbliżony do wywołanej prze C. difficile, wywołać może Klebsiella oxytoca.
W ostatnich latach w wielu rejonach świata nie tylko wzrasta częstość CDI, ale ciężkość ich przebiegu. Związane to jest z pojawieniem się nowego, zjadliwego klonu epidemicznego NAP1/BI/027 (ang. North American Pulsed Field Type) – inaczej rybotypu-PCR 027, produkującego poza zwiększoną ilością toksyn A i B, także tzw. toksynę binarną (ADP-rybozylotransferaza) zbliżoną budową i właściwościami do produkowanej przez Clostridium perfringens.

Obraz kliniczny biegunki poantybiotykowej

Z reguły jest to stosunkowo łagodna, samoograniczająca się biegunka wymagająca jedynie nadzoru, nawadniania doustnego i zastosowania sprawdzonego w tym zastosowaniu probiotyku (Lactobacillus rhamnosus GG, Saccharomyces boulardii).

Biegunka poantybiotykowa wywołana przez C. difficile może mieć natomiast bardzo szerokie spektrum: od wymienionej łagodnej samoograniczającej się biegunki, aż po objawy toksycznej okrężnicy olbrzymiej (megacolon toxicum). Ta ostatnia postać występuje u ok. 3% chorych z CDI i u blisko 11% chorych zakażonych szczepem NAP1/BI/027. 

Objawy zakażenia pojawiają się z reguły w 3–10 dni od rozpoczęcia antybiotykoterapii, mogą jednak wystąpić w 2–10 tygodni po odstawieniu terapii antybiotykowej, a także bez antybiotykoterapii w przypadku zakażenia np. szpitalnego chorych z tzw. grup ryzyka (zwłaszcza osób starszych, chorych leczonych immunosupresyjnie) lub szczepami o podwyższonej zjadliwości. Rzekomobłoniaste zapalenie jelita grubego może wystąpić nawet po jednej dawce antybiotyku (np. stosowanego w profilaktyce chirurgicznej).

PMC cechuje oddawanie licznych (2–20/dobę) zielonkawych, luźnych, cuchnących stolców, w których pojawić się może śluz i krew. Biegunce towarzyszą wtedy silne bóle brzucha, gorączka, leukocytoza, hipoalbuminemia, hipowolemia i ciężkie odwodnienie. Następstwem megacolon toxicum może być perforacja jelita (niekiedy mnoga). W badaniu kolonoskopowym (nie jest rutynowo zalecane) stwierdza się obecność białawych lub żółtawych błon na powierzchni przekrwionej błony śluzowej. W mniej nasilonym zapaleniu występuje jedynie obrzęk, przekrwienie i granulowanie błony śluzowej przypominające zmiany we wrzodziejącym zapaleniu jelita grubego. Błony, histopatologicznie, składają się ze śluzu, włóknika oraz naciekających komórek zapalnych. Swoistość badania endoskopowego jest wysoka (95–100%), czułość jednak niedostateczna (50%). Zmiany w końcowym odcinku jelita grubego są rzadkością, dlatego badanie rektoskopowe uznać należy za niewystarczające.

Epidemiologia

Polskie dane dotyczące CDI są raczej wyrywkowe i niedoszacowane. W badaniu ogólnoeuropejskim, w którym brały udział trzy szpitale położone w woj. mazowieckim, zapadalność na CDI była znacznie zróżnicowana (3,8–36,3/10 000 osobodni – śr. 12,5/10 000 osobodni). Ogólnie szacuje się, że CDI występuje w 1–3/100 000 cykli ambulatoryjnej antybiotykoterapii i w 1–10/1000 cykli leczenia szpitalnego.

Czynnikami ryzyka CDI, poza samą antybiotykoterapią, zwłaszcza długotrwałą i wielolekową są: hospitalizacja, długotrwała hospitalizacja, pobyt w OIOM, podeszły wiek, nieswoiste zapalenia jelit, sterydoterapia, ciężkie choroby towarzyszące (np. chorzy przewlekle dializowani), niechirurgiczne procedury gastroenterologiczne, nabyte lub wrodzone niedobory odpornościowe oraz stosowanie inhibitorów pompy protonowej (IPP) – iloraz szans, OR = 2,0.

W tab. 1 zestawiono antybiotyki w zależności od częstości wywoływania PMC, trzeba sobie jednak zdawać sprawę, że jest ona przynajmniej częściowo pochodną częstości stosowania.

Nawroty zakażenia C. difficile to częsty (10–20%) i nie całkiem rozwiązany problem związany z CDI. Są one spowodowane: (1) niestabilnością fizjologicznej flory jelitowej po zastosowanej antybiotykoterapii, (2) pozostawaniem w przewodzie pokarmowym chorego przetrwalników (spor) C. difficile (aktualnie stosowane leki nie eliminują spor) oraz (3) suboptymalną odpowiedzią odpornościową ustroju na obecność C. difficile i jej toksyn.

Do czynników ryzyka nawrotu CDI należą: obniżona odporność, poprzedni epizod CDI w historii pacjenta, ekspozycja na inne antybiotyki, niewydolność nerek, wiek > 65 lat, osłabiona odpowiedź odpornościowa na toksyny C. difficile, ciężka choroba podstawowa, długa hospitalizacja, pobyt w OIOM oraz zakażenie hiperwirulentnym szczepem C. difficile BI/NAP1/027.

W przeglądzie epidemiologicznym (2008 r.) odsetek przypadków śmiertelnych, których bezpośrednią przyczyną było CDI, wyniósł 2%, natomiast kolejne 7% chorych zmarło, choć CDI nie było u nich główną przyczyną śmierci. Dane te dotyczą głównie dorosłych – u dzieci zapadalność i śmiertelność są znacznie niższe niż u dorosłych.

Ryc. 1. Schemat diagnostyczny proponowany przez American Society of Microbiology

Rozpoznawanie zakażenia 

C. difficile

Eksperci z European Society for Clinical Microbiology and Infectious Diseases (ESCMID), amerykańscy badacze z Society for Healthcare Epidemiology of America i Infectious Diseases Society of America (SHEA/IDSA), a także polscy zalecają stosowanie co najmniej dwustopniowych algorytmów diagnostycznych. Jeden ze schematów, zalecany także w Polsce, ilustruje rycina 1. Badanie w kierunku C. difficile ma uzasadnienie i jest wykonywane tylko w przypadku biegunki (≥ 3 luźnych stolców na dobę) i dostarczenia do badania stolca biegunkowego.

Powszechnie obecnie stosowane testy lateksowe do wykrywania toksyny A lub A i B jednocześnie cechuje bardzo dobra swoistość (95–98%), jednak stosunkowo niedostateczna czułość (60–70%).

Dobrą czułość i swoistość wykazują techniki ELISA pozwalające wykryć zarówno toksynę A, jak i B lub obie równocześnie. Ten ostatni sposób jest szczególnie zalecany u dzieci, gdyż im młodsza grupa wiekowa, tym częściej wykrywa się toksynę A (im starsza, tym częściej toksynę B). Swoistość testów ELISA jest bardzo dobra (94–100%), ich czułość jest jednak też nie w pełni zadowalająca (88–93%), o czym warto pamiętać.

Najnowszą techniką diagnostyczną jest zastosowanie PCR. Alonso i wsp. wykazali 99% zgodność tego testu z testem cytotoksyczności oraz swoistość i czułość wynoszącą odpowiednio 96,3% i 100%.

Zapobieganie biegunce poantybiotykowej

Podstawową rolę odgrywa ograniczenie niepotrzebnej podaży antybiotyków. Ważna jest także identyfikacja rezerwuarów C. difficile w środowisku szpitalnym. Zaleca się: 

• stosowanie standardowych definicji zakażenia C. difficile (w tym zakażenia szpitalnego i pozaszpitalnego), 
• stałe monitorowanie sytuacji epidemiologicznej (nowe przypadki CDI, w tym śmiertelne),
• stosowanie środków ochrony (jednorazowe rękawiczki oraz fartuchy ochronne w kontakcie z chorym z CDI),
• dbanie o higienę rąk i stosowanie odpowiednich środków (mydło) z wyłączeniem w pierwszym etapie alkoholu,
• izolowanie chorych z CDI lub ich kohortację (w przypadku braku możliwości zabezpieczenia indywidualnej izolacji),
• regularne czyszczenie i dezynfekowanie powierzchni szpitalnych z zastosowaniem w miarę możliwości środków sporobójczych (podchloryn sodowy, alkaliczny aldehyd glutarowy, tlenek etylenu), 
• unikanie badań na nosicielstwo, m.in. dlatego, że eradykacja C. difficile u nosicieli jest nieskuteczna.

Analizy skuteczności probiotyków w zapobieganiu biegunce poantybiotykowej wykazały skuteczność niektórych pałeczek z rodzaju Lactobacillus (w tym LGG) i drożdży Saccharomyces boulardii. Zmniejszenie ryzyka w tych badaniach wyniosło ok. 60–70%. Większość prac i wniosków odnosi się jednak do populacji dziecięcej. Oba te prebiotyki (i tylko te) znalazły się w najnowszych zaleceniach ESPGHAN z 2016 roku. 

Leczenie 

W 25–50% łagodniejszych przypadków pierwszorazowego CDI skuteczne jest samo natychmiastowe odstawienie antybiotyku. W związku z tym, że opóźnienie leczenia może mieć niekiedy fatalne skutki, a określenie, u którego z chorych to postępowanie okaże się wystarczające, jest trudne, większość chorych poddawana jest specyficznemu leczeniu. 

Praktycznie na co dzień zdani jesteśmy na dwa leki – metronidazol i wankomycynę. W lżejszych przypadkach jako pierwszy zaleca się metronidazol, który choć wchłania się prawie całkowicie w górnym odcinku przewodu pokarmowego, dotychczas wykazywał zbliżoną do wankomycyny skuteczność, będąc jednocześnie lekiem znacznie tańszym. Doustna wankomycyna (nie wchłania się z przewodu pokarmowego) zalecana jest w ciężkich przypadkach jako leczenie pierwszorzutowe. Niestety zarówno metronidazol, jak i wankomycyna nie zabezpieczają przed nawrotami zakażenia. Blisko 25% chorych doświadcza ponowie CDI w ciągu 30 dni od zakończenia terapii, z których ok. 45–65% ma kolejne, niekiedy liczne nawroty. 

W przypadku niemożności podania obu tych leków doustnie zaleca się: w lżejszych przypadkach metronidazol dożylnie 3 × 500 mg przez 10 dni, a w przypadkach ciężkich metronidazol dożylnie 3 × 500 mg przez 10 dni wraz z wlewkami doodbytniczymi z wankomycyny 500 mg w 100 ml soli fizjologicznej co 4 do 12 godz. i/lub wankomycyną 3 × 500 mg przez sondę przeznosową dojelitowo.

Innymi opcjami terapeutycznymi są kwas fusydowy, teikoplanina, rifaksimina, nitazoksanid czy bacytracyna. Nową opcją jest fidaksomycyna. Dawkowanie leków stosowanych w CDI zestawiono w tab. 2.

Tab. 2. Dawkowanie leków w CDI 

W skrajnie ciężkich przypadkach spełniających kryteria megacolon toxicum optymalnym rozwiązaniem jest kolektomia – wskaźnikiem ciężkości zakażenia może być stężenie mleczanu w surowicy krwi (operować należy, zanim stężenie przekroczy 5,0 mmol/l).

Terapia nawrotów CDI

W pierwszym nawrocie zaleca się podawanie tego samego leku, który doprowadził do wyleczenia pierwszego rzutu choroby. W kolejnych nawrotach stosuje się zwykle wankomycynę (na ogół z korzystnym efektem). 

Gdy ten sposób zawodzi, wankomycyna stosowana jest niekiedy metodą pulsacyjną (125–500 mg co trzeci dzień przez 4 tyg.) lub stopniowego zmniejszania dawki (u dorosłych 125 mg co 6 godz. 10–14 dni, następnie 125 mg co 
12 godz. przez 7 dni, 125 mg/dobę przez 7 dni, przez kolejne 8 dni 125 mg co drugi dzień i kolejne 15 dni 125 mg/dobę
co trzeci dzień). Istotą podaży pulsacyjnej lub metodą obniżających się dawek jest zniszczenie wszystkich form wegetatywnych C. difficile odradzających się z form przetrwalnikowych (spor) po ostatniej antybiotykoterapii. Wykazano również skuteczność wankomycyny z następowym leczeniem rifaksyminą.

W opornych na kolejne cykle leczenia przypadkach korzystne efekty uzyskano, podając po doustnej podaży wankomycyny w wysokich dawkach, drożdże Saccharomyces boulardii w dawce 2 x 1010 CFU/dobę przez cztery tygodnie, a niekiedy stosując dodatkowo dożylną podaż immunoglobulin (0,4 g/kg). 

Ugruntowane miejsce w terapii CDI, zwłaszcza przypadków nawrotowych, ma już także transplantacja mikrobioty fizjologicznej pochodzącej z przewodu pokarmowego zdrowych ludzi (ang. feacal microbiota transplantation, FMT). Skuteczność w terapii nawrotów jest blisko 100% (metaanaliza Kassama Z i wsp. z 2013 r.).

Droga podaży to zwykle wlewka doodbytnicza. Jedynym problemem jest dostęp do materiału pochodzącego od sprawdzonego i szeroko przebadanego dawcy. 

Przypadek C. difficile

Pięcioletnia dziewczynka z nieobciążonym wywiadem rodzinnym, dotychczas niehospitalizowana, przyjęta została do Kliniki Uniwersyteckiej w Bydgoszczy w związku z bólami w podbrzuszu i biegunką – objawy pojawiły się ok. dwóch tygodni po antybiotykoterapii zapalenia płuc (amoksycylina z kwasem klawulanowym).

Na podstawie wywiadu oraz dodatniego testu na toksyny C. difficile w kale rozpoznano biegunkę poantybiotykową spowodowaną tym patogenem i w związku z tym zastosowano pierwszorzutową terapię metronidazolem doustnie z dobrym efektem klinicznym. Jednak po 10 dniach stwierdzono nawrót objawów i ponownie w kale wykryto toksynotwórczy szczep C. difficile. W związku z szybkim nawrotem zdecydowano się tym razem zastosować doustnie wankomycynę ponownie z bardzo dobrym efektem klinicznym, który okazał się jednak krótkotrwały, gdyż po kilku dniach od wypisu dziewczynka z nawrotem objawów znów wymagała hospitalizacji. Tym razem zdecydowano się zastosować materonidazol, ponownie z dobrym choć krótkotrwałym efektem klinicznym – nawrót objawów dwa dni po odstawieniu leku. Ze względu na nawrotowość zakażenia (ponownie dodatni posiew z obecnością szczepu toksynotwórczego i potwierdzeniu obecności toksyny B za pomocą RT-PCR) zdecydowano o próbie leczenia transplantacją mikrobioty jelitowej w Klinice Gastroenterologii i Żywienia Dzieci WUM. Dwukrotna podaż FMT dała też tylko przejściowy efekt i dopiero powtórzenie procedury jeszcze czterokrotnie doprowadziło do trwałego wyleczenia.

Komentarz

Opis tego przypadku wymaga kilku uwag komentujących. Po pierwsze amoksycylina z kwasem klawulanowym jest jedną z częstszych przyczyn biegunki poantybiotykowej wywoływanej przez toksynotwórcze szczepy C. difficile. Po drugie, choć terapia wydaje się prosta i jak widać skuteczna (ustąpienie objawów po terapii metronidazolem i wankomycyną), niestety nie zawsze jest to efekt trwały i może dochodzić do licznych nawrotów. W leczeniu nawrotów stosuje się różne metody, m.in. fidaksomycynę (niezarejestrowana dla dzieci), rifaksyminę, ale i te terapie bywają w nawrotach nieskuteczne. Rozwiązaniem zalecanym obecnie jest FMT, jednak dostęp do tej metody nie jest łatwy, a jak było widać na przedstawionym przykładzie, nawet ta terapia wymaga, w celu uzyskania trwałej poprawy, kilkakrotnego powtarzania.

Piśmiennictwo:

1. Kotowska M., Albrecht P., Józefczuk J., i wsp. Częstość występowania biegunki poantybiotykowej u dzieci. Pediatria Współczesna. Gastrologia, Hepatologia i Żywienie Dziecka. 2005;4:269–273.
2. Kelly C.P., Lamont J.T. Antibiotic-Associated Diarrhea and Clostridium difficile Infection w Sleisenger and Fordtran’s Gastrointestinal and Liver Disease – 2 Volume Set, 10th Edition. Pathophysiology, Diagnosis, Management. Saunders 2016, 1939–1953.
3. Clausen M.R., Bonnvén H., Tvede M., et al. Colonic fermentation to short-chain fatty acids is decreased in antibiotic-associated diarrhea. Gastroenterology 1991;101:1497–504.
4. Hoerstad T., Carlstedt-Duke B., Lingaas E., et al. Influence of ampicillin, clindamycin, and metronidazole on fecal excretion of short-chain fatty acids in healthy subjects. Scand J Gastroenterol 1986;21:621–6.
5. Ponnuvel K.M., Rajkumar R., Menon T., Sankaranarayanan V.S. Role of Candida in indirect pathogenesis of antibiotic associated diarrhea in infants. Mycopathologia. 1996;135(3):145–7.
6. Collignon A., Ticchi L., Depitre C., et al. Heterogeneity of Clostridium difficile isolates from infants. Eur J Pediatr. 1993;152(4):319–22.
7. Högenauer C., Langner C., Beubler E., et al. Klebsiella oxytoca as a causative organism of antibiotic-associated hemorrhagic colitis. N Engl J Med 2006;355:2418–26.
8. Pepin J., Valiquette L., Alary M.E., et al. Clostridium difficile-associated diarrhea in a region of Quebec from 1991 to 2003: a changing pattern of disease severity. CMAJ 2004;171:466–472.
9. Kim J., Smathers S., Prasad P., et al. Epidemiological features of Clostridium difficile–associated disease among inpatients at Children’s Hospitals in the United States, 2001–2006. Pediatrics 2008;122:1266–1270.
10. Loo V., Poirier L., Miller M., et al. A predominantly clonal multi-institutional outbreak of Clostrdium difficile-associated diarrhea with high morbidity and mortality. N Engl J Med 2005;23:2442–2449.
11. McDonald L.C., Killgore G., Thompson A., et al. An epidemic, toxin gene-variant strain of Clostridium difficile. N Engl J Med 2005;23:2433–2441.
12. Pépin J., Routhier S., Gagnon S., Brazeau I. Management and outcomes of a first recurrence of Clostridium difficile-associated disease in Quebec, Canada. Clin Infect Dis. 2006;42(6):758–64.
13. Triadafilopoulos G., Hallstone A.E. Acute abdomen as the first presentation of pseudomembranous colitis. Gastroenterology 1991;101:685–691.
14. Hurley B.W., Nguyen C.C. The spectrum of pseudomembranous enterocolitis and antibiotic-associated diarrhea. Arch Intern Med. 2002;162(19):2177–84. 
15. Bulusu M., Narayan S., Shetler K., Triadafilopoulos G. Leukocytosis as a harbinger and surrogate marker of Clostridium difficile infection in hospitalized patients with diarrhea. Am J Gastroenterol. 2000;95(11):3137–41. 
16. Alcalá L., Martín A., Marín M., et al. Spanish Clostridium difficile Study Group. The undiagnosed cases of Clostridium difficile infection in a whole nation: where is the problem? Clin Microbiol Infect. 2012;18(7):E204–213.
17. Eyre D.W., Walker A.S., Wyllie D., et al. Infections in Oxfordshire Research Database Predictors of first recurrence of Clostridium difficile infection: implications for initial management. Clin Infect Dis. 2012;55 Suppl 2:S77–87. 
18. Bauer M.P., Hensgens M.P., Miller M.A., et al. Renal failure and leukocytosis are predictors of a complicated course of Clostridium difficile infection if measured on day of diagnosis. Clin Infect Dis. 2012;55 Suppl 2:S149–53. 
19. Marsh J.W., Arora R., Schlackman J.L., et al. Association of relapse of Clostridium difficile disease with BI/NAP1/027. J Clin Microbiol. 2012; 50:4078–82. 
20. Gravel D., Miller M., Simor A., et al. Canadian Nosocomial Infection Surveillance Program. Health care-associated Clostridium difficile infection in adults admitted to acute care hospitals in Canada: a Canadian Nosocomial Infection Surveillance Program Study. Clin Infect Dis. 2009;48:568–76.
21. Pituch H., Obuch-Woszczatyński P., Wultańska D., Młynarczyk G. oraz Grupa do Badań nad Clostridium difficile. Ocena sytuacji epidemiologicznej zakażeń Clostridium difficile w Polsce. Pierwsza sieć C. difficile w Polsce. XXVII Zjazd Polskiego Towarzystwa Mikrobiologów „Drobnoustroje bez granic” 5–8 września 2012 Lublin. Sesja XIV, Zakażenia przewodu pokarmowego. Książka abstraktów strona 30.
22. Jones A.M., Kuijper E.J., Wilcox M.H. Clostridium difficile: A European perspective. J Infect. 2013;66:115–28. 
23. Carman R.J., Wickham K.N., Chen L., et al. Glutamate dehydrogenase is highly conserved among Clostridium difficile ribotypes. J Clin Microbiol. 2012;50:1425–1426. 
24. Cohen S.H., Gerding D.N., Johnson S., et al. Society for Healthcare Epidemiology of America; Infectious Diseases Society of America. Clinical practice guidelines for Clostridium difficile infection in adults: 2010 update by the society for healthcare epidemiology of America (SHEA) and the infectious diseases society of America (IDSA). Infect Control Hosp Epidemiol. 2010;31(5):431–55.
25. Vanderhoof J.A., Whitney D.B., Antonson D.L., et al. Lactobacillus GG in the prevention of antibiotic-associated diarrhea in children. J Pediatr. 1999;135:564–568.
26. Arvola T., Laiho K., Torkkeli S., et al. Prophylactic Lactobacillus GG reduces antibiotic-associated diarrhea in children with respiratory infections: a randomized study. Pediatrics. 1999;104:e64.
27. Kotowska M., Albrecht P., Szajewska H. Saccharomyces boulardii in the prevention of antibiotic-associated diarrhoea in children: a randomized double-blind placebo-controlled trial. Aliment Pharmacol Ther. 2005;21:583–590.
28. Szajewska H., Setty M., Mrukowicz J., et al. Probiotics in Gastrointestinal Diseases in Children: Hard and Not-So-Hard Evidence of Efficacy. J Pediatr Gastroenterol Nutr. 2006; 42:454–475.
29. Szajewska H., Skórka A. Saccharomyces boulardii for treating acute gastroenteritis in children: updated meta-analysis of randomized controlled trials. Aliment Pharmacol Ther. 2009;30:960–961.
30. Kuijper E.J., Coignard B., Tüll P. ESCMID Study Group for Clostridium difficile; EU Member States; European Centre for Disease Prevention and Control. Emergence of Clostridium difficile-associated disease in North America and Europe. Clin Microbiol Infect. 2006;12 Suppl 6:2–18.
31. Wilcox M.H., Fawley W.N. Hospital disinfectants and spore formation by Clostridium difficile. Lancet. 2000;356(9238):1324.
32. Bignardi G.E. Risk factors for Clostridium difficile infection. J Hosp Infect. 1998;40(1):1–15.
33. Wiström J., Norrby S.R., Myhre E.B., et al. Frequency of antibiotic-associated diarrhoea in 2462 antibiotic-treated hospitalized patients: a prospective study. J Antimicrob Chemother. 2001;47(1):43–50. 
34. Pascarella F., Martinelli M., Miele E., et al. Impact of Clostridium difficile infection on pediatric inflammatory bowel disease. J Pediatr 2009;154:854–858.
35. Das R., Feuerstadt P., Brandt L.J., et al. Glucocorticoids are associated with a increased risk of short-term mortality in hospitalized patients with Clostridium difficile-associated disease. Am J Gastroenterol 2010;105:2040–2049.
36. Thomas C., Stevenson M., Riley T.V. Antibiotics and hospital-acquired Clostridium difficile-associated diarrhea: a systematic review. J Antimicrob Chemother. 2003;51(6):1339–50.
37. Hryniewicz W., Martirosian G., Ozorowski T. Zakażenia Clostridium difficile. Diagnostyka, terapia, profilaktyka. Narodowy Instytut Leków – Warszawa, Warszawa 2011:6. (WWW.antybiotyki.edu.pl).
38. Zar F.A., Bakkanagari S.R., Moorthi K.M., Davis M.B. A comparison of vancomycin and metronidazole for the treatment of Clostridium difficile-associated diarrhea, stratified by disease severity. Clin Infect Dis. 2007;45(3):302–7. 
39. Louie T.J., Miller M.A., Mullane K.M., et al. OPT-80-003 Clinical Study Group. Fidaxomicin versus vancomycin for Clostridium difficile infection. N Engl J Med. 2011;364(5):422–31.
40. McFarland L.V., Elmer G.W., Surawicz C.M. Breaking the cycle: treatment strategies for 163 cases of recurrent Clostridium difficile disease. Am J Gastroenterol. 2002;97(7):1769–75.
41. Garey K.W., Jiang Z.D., Bellard A., Dupont H.L. Rifaximin in treatment of recurrent Clostridium difficile-associated diarrhea: an uncontrolled pilot study. J Clin Gastroenterol. 2009;43(1):91–3.
42. Freeman J., Baines S.D., Todhunter S.L., et al. Nitazoxanide is active against Clostridium difficile strains with reduced susceptibility to metronidazole. J Antimicrob Chemother. 2011;66:1407–1408.
43. Venuto C., Butler M., Ashley E.D., et al. Alternative therapies for Clostridium difficile infections. Pharmacotherapy. 2010;30:1266–78.
44. Cornely O.A. Current and emerging management options for Clostridium difficile infection: what is the role of fidaxomicin? Clin Microbiol Infect. 2012 ;18 Suppl 6:28–35.
45. Guo B., Harstall C., Louie T., et al. Systematic review: fecal transplantation for the treatment of Clostridium difficile-associated disease. Aliment Pharmacol Ther. 2012;35(8):865–75.
46. Hamilton M.J., Weingarden A.R., Sadowsky M.J., Khoruts A. Standardized frozen preparation for transplantation of fecal microbiota for recurrent Clostridium difficile infection. Am J Gastroenterol. 2012;107(5):761–7.
47. Johnson S., Schriever C., Galang M., et al. Interruption of recurrent Clostridium difficile–associated diarrhea episodes by serial therapy with vancomycin and rifaximin. Clin Infect Dis 2007;44:846–848.
48. Petrof E.O., Claud E.C., Gloor G.B., Allen-Vercoe E. Microbial ecosystems therapeutics: a new paradigm in medicine? Benef Microbes. 2013 Mar 1;4(1):53–65.
49. Szajewska H., Canani R.B., Guarino A., Hojsak I., Indrio F., Kolacek S., Orel R., Shamir R., Vandenplas Y., van Goudoever J.B., Weizman Z. ESPGHAN Working Group for ProbioticsPrebiotics. Probiotics for the Prevention of Antibiotic-Associated Diarrhea in Children. J Pediatr Gastroenterol Nutr. 2016 Mar;62(3):495–506.
50. Kassam Z., et al. Fecal microbiota transplantation for Clostridium diffcile infection: systematic review and meta-analysis. Am J Gastroenterol 2013;108:500–508. 
51. Alonso R., Munoz C., Gros S., et al. Rapid detection of toxigenic Clostridium difficile from stool samples by a nested PCR of toxin B gene. J Hosp Infect 1999;41:145–149.