Choroba kociego pazura i inne bartonelozy

Zakażenia Bartonella spp. to metazoonozy przenoszone przez wektor. Ze względu na znaczne rozpowszechnienie Bartonella spp. wśród ludzi oraz różnorodnych gatunków zwierząt przypuszcza się, że istnieje wiele wektorów przenoszących te infekcje. Wektorem mogą być różne stawonogi, zarówno owady (wszy, pchły) oraz pajęczaki (kleszcze). 

Czynnik etiologiczny choroby kociego pazura – Bartonella henselae

Chorobę kociego pazura (cat scratch disease – CSD) opisał w 1889 r. Henri Prinaud [1]. Jednak jej etiologię poznano dopiero sto lat później, na przełomie lat 80. i 90. XX w.. Początkowo za czynnik etiologiczny CSD uważana była Afipia felis, jednak dalsze badania nie potwierdziły tego doniesienia, ponieważ drobnoustroje te nie są zdolne do wywołania zakażenia u ludzi [2]. Bakterie A. felis obecne w ślinie kotów występowały obok nowego, dotychczas nieznanego gatunku bakterii Gram-ujemnych. Początkowo ten nowy gatunek zaklasyfikowany został do rodziny Rickettsiaceae, rodzaju Rochalimaea, jako Rochalimaea henselae. Następnie po dokładnych badaniach molekularnych rodzaj Rochalimaea włączono do rodzaju Bartonella i tym samym nazwę Rochalimaea heselae zamieniono na Bartonella henselae [3]. W następnych latach opisano kolejne dwa nowe gatunki B. clarridgeiae lub/i B. elizabethae, będące również czynnikami wywołującymi CSD [4, 5].

W latach 90. XX w. nastąpił gwałtowny rozwój metod molekularnych i nowe możliwości badań genetycznych. W systematyce zaczęto brać pod uwagę, jako główne kryterium zaszeregowania, budowę genomu bakterii oraz podobieństwo struktury DNA i cech genetycznych pomiędzy poszczególnymi gatunkami bakterii, w miejsce wcześniej branych pod uwagę cech filogenetycznych. Dzięki badaniom z zastosowaniem nowych technik molekularnych nastąpiły w tym okresie znaczące zmiany w systematyce bakterii. Po połączeniu rodzaju Rochalimaea i Bartonella dalsze badania doprowadziły do wykrycia kolejnych, nowych gatunków rodzaju Bartonella i szczegółowej charakterystyki ich genomów. Różnice pomiędzy nimi a rodzajem Rickettsia doprowadziły do wydzielenia odrębnej rodziny Bartonellaceae. Badania taksonomiczne wykazały znaczące różnice w budowie DNA, w zawartości par zasad G+C, a także odmienne cechy fenotypowe między nowo utworzoną rodziną Bartonelaceae a innymi rodzinami i gatunkami należącymi do rzędu Rickettsiales. Jednocześnie stwierdzono duże podobieństwo rodziny Bartonellaceae do przedstawicieli rzędu Rhizobiales, szczególnie do rodziny Brucellaceae, w związku z tym przeniesiono ją do tego rzędu (tabela 1) [4, 5]. 

Bakterie Bartonella heselae są to trudno rosnące pałeczki Gram-ujemne. Po wniknięciu do organizmu człowieka bakterie te ulegają adhezji do komórek nabłonkowych, zwłaszcza śródbłonka naczyń krwionośnych. Następnie na drodze fagocytozy penetrują do wnętrza komórek śródbłonka, gdzie namnażają się w fagosomie. Zaobserwowano, że B. henselae formuje duże agregaty, które po związaniu się z powierzchnią komórki są wchłaniane, tworząc wakuolę zwaną inwazomem. Struktura ta stwarza idealne warunki do namnażania się bakterii, chroniąc je przed odpowiedzią układu odpornościowego gospodarza i obecnymi w lizosomach enzymami rozkładającymi białka, kwasy nukleinowe, węglowodany i tłuszcze. 

Tab. 1. Systematyka rodzaju Bartonella

Kolejnym etapem jest uwolnienie ich do cytoplazmy. W czasie namnażania się bakterii dochodzi do wydzielania do otoczenia czynników prozapalnych, czynników wzrostu oraz zahamowania apoptozy zakażonych komórek. Szereg tych zmian stymuluje proliferację komórek gospodarza i powoduje powstanie guzowatych tworów w śródbłonku naczyń krwionośnych. Po upływie około 4 dni od momentu zakażenia następuje uwolnienie bakterii do krwi i w pierwszym etapie ich adhezji do błony cytoplazmatycznej krwinek czerwonych, a następnie wniknięcia do ich wnętrza. Tam namnażają się wewnątrzkomórkowo do czasu wypełnienia całej komórki (do 15 komórek bakteryjnych w erytrocycie). Obecne wewnątrz krwinki bakterie nie wpływają na długość jej życia i pozostają wewnątrz komórki do czasu jej rozpadu. Zdolność bakterii z rodzaju Bartonella do pasożytowania w krwinkach ma między innymi duże znaczenie dla krążenia tych drobnoustrojów w środowisku. Są one bowiem przenoszone za pośrednictwem wektorów krwiopijnych [4, 6]. 

Wektorem B. henselae są przede wszystkim pchły kocie. Kontakt z ich odchodami powoduje przeniesienie drobnoustroju zarówno na inne zwierzęta, jak i człowieka. Do zakażenia dochodzi przez uszkodzoną skórę. Wykazano także, że ich wektorem są kleszcze z rodzaju Ixodes. Wszystkie stadia rozwojowe kleszcza mają zdolność przenoszenia zakażenia. 

Choroba kociego pazura 

CSD jest to zoonoza, która występuje u ludzi mających kontakt z domowymi oraz dzikimi zwierzętami, będącymi rezerwuarem tego patogenu. Jest to zespół kliniczny, wywołany zakażeniem B. henselae, rzadziej B. clarridgeiae lub B. elizabethae, który zwykle stanowi samoograniczającą się limfadenopatię, związaną z kontaktem z kotem, psem, z zadrapaniami lub ugryzieniem bądź ektopasożytami tych zwierząt. Występuje na całym świecie i najczęściej dotyczy dzieci i młodych dorosłych. W Polsce około 80% zachorowań na CSD stwierdza się u dzieci w wieku od 1 do 15 lat [7]. W klimacie umiarkowanym najwięcej zakażeń obserwuje się zwykle jesienią i zimą. 

Najczęściej do zakażenia dochodzi w wyniku bezpośredniego kontaktu z zakażonymi zwierzętami albo w wyniku przeniesienia przez wektor, którym mogą być pchły kocie, kleszcze Ixodes spp. Badania przeprowadzone w Polsce wykazały, że ponad 50% kotów jest zakażonych B. henselae. Zakażenie to przebiega u nich bezobjawowo [7].

U ludzi CSD najczęściej przejawia się podostrą miejscową limfadenopatią. W miejscu wniknięcia drobnoustroju rozwija się na skórze zmiana, mająca postać grudki, krosty lub pęcherzyka, która utrzymuje się przez 1 do 4 tygodni. Po tym czasie samoistnie zanika. Następnie CSD objawia się powiększeniem jednego lub kilku węzłów chłonnych, położonych blisko miejsca zadrapania lub pogryzienia przez kota lub inne zwierzę. W ciągu około 14 dni dochodzi do powiększenia okolicznych węzłów chłonnych (pachowych, pachwinowych, szyjnych, podżuchwowych), które stają się tkliwe i mogą wykazywać tendencję do ropienia. Zmienione węzły chłonne są zazwyczaj miękkie, ucieplone, skóra nad nimi jest zaczerwieniona. Często dochodzi do ich zropienia, przy czym mogą opróżniać się samoistnie lub wymagają interwencji chirurga. Lymphadenitis może przebiegać jako ostre, podostre lub przewlekłe zapalenie jednego lub kilku węzłów chłonnych. Zwykle ustępuje po 4–6 tygodniach (często nie wymaga podawania antybiotyków). U większości chorych oprócz powiększenia węzłów chłonnych nie występują inne objawy [8]. 
 

Przypadek kliniczny

Przypadek I [9]
Przykładem CSD ograniczonej do zakażenia węzłów chłonnych jest przypadek 10-letniego chłopca, u którego w wywiadzie zaobserwowano obecność głębokich zadrapań kota, po lewej stronie klatki piersiowej i pleców. Rany zostały zdezynfekowane i bardzo szybko wygoiły się bez powikłań. Około trzy tygodnie po zadrapaniu pojawiły się pierwsze objawy choroby w postaci dwóch niebolesnych guzków, po stronie przyśrodkowej lewego ramienia. W badaniu USG, wykonanym w 4. dobie od wystąpienia objawów, stwierdzono powiększenie, obrzęk i przekrwienie węzłów chłonnych lewego ramienia i przedramienia. Wyniki badań USG szyi i jamy brzusznej oraz RTG klatki piersiowej były prawidłowe.

Wyniki badań laboratoryjnych krwi (OB, CRP, leukocyty, płytki krwi, hemoglobina) były w normie. W surowicy krwi oznaczono miano swoistych przeciwciał dla B. henselae. Stwierdzono obecność przeciwciał IgG dla B. henselae w mianie 512 i dla B. quintana w mianie 64. Nie wykryto przeciwciał IgM. 

Ból i obrzęk lewego ramienia nasilał się i w związku z tym w 10. dniu choroby podano cefetamet pivoxil w dawce 20 mg/kg masy ciała. Jedenastego dnia wystąpiła gorączka do 38,5oC. 

W 13. dobie stwierdzono przyspieszony OB – 24 mm/h, leukocytozę i podwyższone stężenie białka ostrej fazy (CRP = 6 mg/l) (tabela 2). Wyniki pozostałych badań były w normie przez cały czas trwania choroby. W 17. dobie mimo podawania antybiotyku stwierdzono ropień w okolicy węzła chłonnego okolicy łokciowej. Wykonano pod kontrolą USG drenaż ropnia. Z pobranego materiału przeprowadzono badania bakteriologiczne; wynik posiewu był ujemny. W 19. dobie zaobserwowano nawrót choroby – wystąpiła gorączka, brak apetytu, ból ramienia, gwałtownie powiększający się, chełboczący guz oraz obrzęk lewego ramienia i zaczerwienienie okolicy łokcia. W badaniu USG stwierdzono nawrót ropnia. W znieczuleniu ogólnym otwarto ropień i ewakuowano około 20 ml gęstej treści ropnej. Założono sączki do jamy ropnia i zmieniono antybiotyk. Podano doksycyklinę – w 1. dobie 4 mg/kg masy ciała i w kolejnych dniach po 2 mg/kg na dobę. 

W materiale pobranym z węzła wykryto DNA B. henselae, a także wyhodowano ten sam gatunek bakterii w linii komórkowej L-929 wyprowadzonej z fibroblastów mysich. Po krótkiej poprawie w 22.–23. dobie wróciły stany podgorączkowe i następnie gorączka i ból ramienia. Badanie USG wykazało dwa zbiorniki gęstego płynu. W znieczuleniu ogólnym usunięto tkankę martwiczą i założono sączki. Dożylnie podano netromycynę 6 mg/kg na dobę. Antybiotykoterapię prowadzono przez dwa tygodnie. Po zakończeniu leczenia chłopiec wrócił do zwykłej aktywności życiowej. Powiększone węzły chłonne, niewyczuwalne palpacyjnie, widoczne w badaniu USG, utrzymywały się jeszcze przez dwa miesiące.

Przypadek II [10]
Dziewczynkę 6-letnią przyjęto do szpitala w celu zdiagnozowania powiększenia węzłów chłonnych pachowych i podobojczykowych po stronie prawej, które były twarde i bolesne. Zastosowano amoksycylinę z kwasem klawulanowym, po której zamiast poprawy nastąpiło pogorszenie. W szpitalu w wywiadzie odnotowano wystąpienie wykwitów ospy wietrznej około dwóch tygodni wcześniej, a także nawracające infekcje dróg oddechowych od czasu pójścia pół roku wcześniej do przedszkola oraz po kontakcie z młodym kotem. Zaobserwowano zmiany skórne w formie przyschniętych niewielkich strupków. Wśród nich występowała jedna, odmienna zmiana. Była to różowa grudka o średnicy około 0,5 cm na grzbietowej stronie prawej dłoni. Węzły chłonne pachowe prawe były powiększone o średnicy do 2 cm, twarde, bolesne, natomiast podobojczykowe prawe o średnicy do 3 cm, miękkie, z zaczerwienioną nad nimi skórą. Powiększona była także wątroba do 2 cm poniżej łuku żebrowego. Badania laboratoryjne wykazały leukocytozę na poziomie 11,2x109/l, OB – 70 mm/h, CRP 35 mg/l (tabela 2). W badaniu USG jamy brzusznej stwierdzono powiększenie wątroby i śledziony oraz liczne krezkowe węzły chłonne średnicy do 10 mm. 

Na podstawie badań serologicznych wykluczono zakażenia wirusami cytomegalii i mononukleozy zakaźnej oraz toksoplazmozę, wykryto natomiast swoiste dla Bartonella spp. przeciwciała klasy IgG w mianie 2048. Na podstawie wywiadu epidemiologicznego (kontakt z kotem) i wyników badań serologicznych przyjęto rozpoznanie CSD i zastosowano cefoperazon w dawce 3 x 700 mg przez 12 dni. Nie zaobserwowano istotnej poprawy. Węzły chłonne uległy zropieniu – konieczna była interwencja chirurgiczna. Po interwencji chirurgicznej i kontynuacji podawania cefoperazonu przez kolejne cztery dni uzyskano poprawę ogólnego stanu dziecka i normalizację wskaźników zapalnych. Usunięty węzeł chłonny poddano badaniom histopatologicznym i molekularnym (PCR) Metodą PCR wykryto fragmenty DNA B. henselae.

Uogólniona postać CSD

Coraz częściej opisywane są przypadki zakażeń B. henselae związanych nie tylko z zajęciem węzłów chłonnych, ale także różnych narządów. Zaproponowano nawet, aby CSD była jednostką chorobową ograniczoną do zakażeń B. henselae węzłów chłonnych. Propozycja ta nie została zaakceptowana przez większość specjalistów. Obecnie przyjmuje się, że CSD jest chorobą wywołaną zakażeniem B. henselae, B. elizabethae oraz 
B. clarridgeiae, dotyczącą jednego lub kilku węzłów chłonnych, która może ulec uogólnieniu i obejmować różne narządy. 

Ciężki przebieg CSD oraz uogólnione zakażenia przyjmuje się jako atypową postać CSD, rozwijającą się poza węzłami. Występuje przede wszystkim u pacjentów z obniżoną odpornością, np. z powodu choroby nowotworowej, poddanych leczeniu immunosupresyjnemu po przeszczepie lub u chorych na AIDS. Taki przebieg CSD występuje także u chorych z w pełni wydolnym układem odpornościowym. Lokalizacja pozawęzłowa, dotycząca około 10% przypadków CSD, może przebiegać w postaci powiększenia i zapalenia śledziony oraz wątroby, atypowego zapalenia płuc i opłucnej, guzów trzustki, zapalenia kłębuszkowego nerek, zapalenia wsierdzia, encefalopatii, zapalenia mózgu, rumienia guzowatego, zapalenia siatkówki i nerwu wzrokowego, a także coraz częściej zwraca się uwagę na zmiany osteolityczne kości. Objawom tym towarzyszyć może limfadenopatia lub mogą występować bez niej. Różnorodność objawów CSD pokazują kolejne, opisane przypadki, o udokumentowanej etiologii B. henselae. Takie objawy, jak zajęcie oka, encefalopatia, zapalenie wątroby i śledziony, zapalenie wsierdzia i zapalenie kości i szpiku, występują u około 25% chorych [11, 12, 13, 14, 15, 16, 17].
 

Tab. 2. Wartości referencyjne badań hematologicznych u dzieci*

* Przedstawione wartości norm mogą różnić się pomiędzy laboratoriami, zależne od marki aparatu, na którym oznaczenie zostało wykonane. Dlatego na wynikach badań podawane są zawsze wartości referencyjne i nazwa aparatu, na którym je oznaczono.

Zakażenia wywołane przez Bartonella spp. mogą być przyczyną chorób oczu. Najczęściej do zakażenia dochodzi w wyniku bezpośredniego przeniesienia bakterii, np. na rękach, przez pocieranie oczu. Dlatego u pacjentów, u których występuje postępująca gorączka i utrata ostrości widzenia, a mających bliski kontakt z kotem, należy podejrzewać oczną bartonelozę. CSD oczu zwykle charakteryzuje się niewielkimi zmianami patologicznymi i często jest łagodna, choć zdarzają się poważne komplikacje, takie jak zapalenie siatkówki i nerwu wzrokowego oraz guzki naczyniówki i zapalenie rogówki [18]. 

W przebiegu CSD obserwuje się przypadki zmian w układzie mięśniowo-szkieletowym w postaci zapalenia kości, rzadziej artropatii lub mialgii. U niemal połowy pacjentów tej grupy występuje wysoka gorączka, ogólne osłabienie, apatia i nocne poty – objawy mogące sugerować chorobę nowotworową. Ponieważ zakażenie B. henselae może powodować między innymi zmiany osteolityczne kości, konieczna jest diagnostyka różnicowa CSD i zmian nowotworowych [19, 20]. 

U dzieci z rozpoznaną chorobą kociego pazura objawiającą się zlokalizowanym zapaleniem węzłów chłonnych, pojawieniem się bólów kostno-stawowych należy zawsze wykonać badania pod kątem rozsiewu zakażenia do kości. W tych przypadkach należy jednak unikać inwazyjnych procedur uzyskiwania materiału kostnego. Dobrym standardowym narzędziem są badania serologiczne, będące złotym standardem w diagnostyce tego zakażenia, a MRI jest najlepszą techniką obrazowania do definiowania zajęcia kości i otaczających tkanek. Zaleca się także, aby u wszystkich chorych z CSD i wysoką gorączką, zajęciem narządów wewnętrznych oraz z bólami kości lub bez nich, wykonywać badanie scyntygraficzne kości. Zapalenie kości w chorobie kociego pazura nie zawsze ma bowiem charakterystyczne objawy. Ponadto wieloogniskowe zapalenie kości wywołane zakażeniem B. henselae powinno bezwzględnie podlegać diagnostyce różnicowej [20].

Chorobę kociego pazura należy różnicować z zakażeniem atypowymi prątkami, tularemią, toksoplazmozą, mononukleozą zakaźną oraz chorobą nowotworową. Coraz częściej podkreśla się konieczność wykluczenia bartonelozy przed rozpoczęciem terapii przeciwnowotworowej (tabela 3).

Przypadek kliniczny

Przypadek III [21]
12-letnią dziewczynkę przyjęto do szpitala cztery dni po zakończeniu leczenia biseptolem zleconym z powodu zakażenia dróg moczowych. Skarżyła się na trwającą od dziewięciu dni gorączkę i występujący od trzech dni ból biodra podczas poruszania się. Wykluczała uraz bądź obecność obrzęku lub zaczerwienienia w bolesnym miejscu. Jednocześnie poinformowała, że ma od dłuższego czasu kontakt z kotem. Podczas badania stwierdzono pełną ruchliwość wszystkich kończyn i stawów z wyjątkiem wrażliwości podczas badania palpacyjnego, lewego stawu biodrowego. Poza tym nie stwierdzono żadnych innych objawów, w tym brak limfadenopatii, rumienia, obrzęku, urazu bolesnego stawu. Wyniki badania krwi były następujące: hemoglobina 9 g/dL; hematokryt 34,5%; OB 120 mm/h; CRP 68,6 mg/dL (tabela 2). Wszystkie testy wątrobowe były w normie. Wynik badania moczu wykazał pojedyncze leukocyty i bakterie. Posiew moczu i krwi były ujemne. W badaniu radiologicznym biodra nie stwierdzono znaczących zmian. Natomiast MRI wykazał niewielki wysięk w obrębie lewego stawu krzyżowo-biodrowego z łagodnym obrzękiem szpiku. Proces ten mógł być spowodowany infekcją bądź stanem zapalnym stawów. Ponadto widoczne były małe, rozsiane zmiany w szpiku kostnym. Wstępną diagnozą było septyczne zapalenie stawów. Pacjentka otrzymała dożylnie klindamycynę. Pobrany płyn stawowy był klarowny, zawierał krwinki czerwone i nieliczne leukocyty. Posiewy były ujemne. W związku z tym odstawiono antybiotyki, ponieważ przeprowadzone badania nie potwierdzały ropnego, infekcyjnego zapalenia stawów, a jednocześnie jej stan zdrowia klinicznie poprawiał się. Nietypowe zmiany kostne, mogące wskazywać na białaczkę, spowodowały ukierunkowanie na diagnostykę onkologiczną. Wykonano RTG klatki piersiowej, rozmaz krwi, oznaczenie aktywności dehydrogenazy mleczanowej i stężenia kwasu moczowego. Wszystkie wyniki były w normie. 

W związku z nawrotem gorączki po przerwaniu podawania antybiotyków, przeprowadzono badania serologiczne w kierunku zakażeń wirusem Epsteina-Barra, wirusa cytomegalii i B. henselae. Wykryte miano przeciwciał IgG dla B. henselae wynoszące 1024 wskazywało na trwające zakażenie. Testy USG i CT wykazały liczne uszkodzenia wątroby, charakterystyczne dla rozsianej infekcji Bartonella spp. W badaniach cytopatologicznych próbek pobranych podczas biopsji wątroby stwierdzono obecność blizn wskazujących na ustępowanie charakterystycznych zmian wywoływanych w tym narządzie przez Bartonella spp. Objawy kliniczne ustąpiły po sześciu tygodniach podawania azytromycyny. Badanie MRI biodra po tym czasie wykazało prawie całkowite ustąpienie nieprawidłowości w kościach biodra. Podobnie badanie CT jamy brzusznej pokazało zmniejszenie się uszkodzeń wątroby. Wskaźniki zapalne były w normie. Posiewy materiałów pobranych podczas biopsji, w warunkach tlenowych i beztlenowych były ujemne. 
 

Przypadek IV [22]
12-letnia dziewczynka zgłosiła się do szpitala z trwającą od pięciu dni gorączką. Rozpoznano u niej po prawej stronie boczno-szyjną i podżuchwową limfadenopatię oraz ból głowy. Nie miała zwierząt domowych w domu i ostatnio nie podróżowała. Badanie fizykalne wykazało 3 cm bolesny obrzęk boczno-szyjny z rumieniem skóry nad nim. 

Liczba białych krwinek wynosiła 16,2 × 103 / μL i 12,8 × 103 / μL neutrofili, stężenie białka C-reaktywnego i liczba erytrocytów były prawidłowe (tabela 2). Wymaz z gardła był ujemny. Badanie ultrasonograficzne potwierdziło charakter obrzęku. Widocznych było również wiele reaktywnych węzłów chłonnych w rejonie szyi po lewej stronie. Dziewczynka została wypisana ze zleceniem 14-dniowego przyjmowania amoksycyliny i klawulanianu. W następstwie leczenia obrzęk szyi zmniejszył się i zmniejszyła się też gorączka. Po upływie dwóch dni od zakończenia antybiotykoterapii pacjentka zgłosiła się do oddziału ratunkowego z powodu nawrotów ciężkiego bólu głowy oraz węzłów chłonnych i została przyjęta w celu dalszej diagnostyki. Badanie fizykalne nie wykazało nic niepokojącego, z wyjątkiem obrzęku prawej strony szyi i obrzęku ciemieniowo-potylicznego o długości 2 cm. Liczba krwinek i wskaźniki stanu zapalnego były prawidłowe. Wykryto natomiast metodą immunofluorescencji przeciwciała IgM i IgG dla Bartonella henselae. Podejrzewając CSD, zebrano nowy wywiad, który ujawnił, że dziecko bawiło się z kociętami sąsiada. Z powodu klinicznego wykrycia obrzęku skóry głowy wykonano MRI czaszki z kontrastem, stwierdzając erozję czaszki wielkości około 10 mm w lewym obszarze skroniowo-żuchwowym. Inne miejsca zapalenia kości i szpiku zostały wykluczone przez scyntygrafię kości całego ciała. W jamie brzusznej zaobserwowano okrągłą hipoechogenną zmianę śledziony o długości 1 cm, odpowiadającą ziarniniakowi. 

Specjaliści chorób zakaźnych i neurochirurdzy odradzali interwencję chirurgiczną, dlatego rozpoczęto podawanie doustnej azytromycyny, uzyskując szybką poprawę, stopniowe ustąpienie bólu głowy, obrzęku czaszki i szyi. Dziecko zostało wypisane z zaleceniem 4-tygodniowej terapii azytromycyną.

Miesiąc po wypisaniu zniknął obrzęk szyi i zmiana w śledzionie, utrzymywał się jeszcze ból głowy, ale był mniej intensywny i rzadszy. Nie wykryto przeciwciał dla B. henselae. Po ośmiu tygodniach od wystąpienia objawów powtórzono MRI, wykazując utrzymywanie się uszkodzenia czaszki pomimo leczenia antybiotykami. Ponieważ dziewczyna nadal skarżyła się na ból głowy, rozpoczęto sześciotygodniowe leczenie doustne trimetoprimem-sulfametoksazolem (TMP-SMX) i ryfampicyną ze stopniową poprawą kliniczną. Cztery miesiące od wystąpienia objawów zmiany osteolityczne były niewykrywalne za pomocą MRI.

U dzieci rzadko obserwowane są objawy płucne CSD. Najczęściej występują u pacjentów dorosłych z obniżoną odpornością, zwłaszcza z dysfunkcją limfocytów T.
Natomiast dotychczas opisane przypadki u dzieci dotyczyły pacjentów z w pełni wydolnym układem odpornościowym [22]. 
 

Przypadek V [22]
Dziewczynkę 3-letnią przyjęto do szpitala z trwającą od ośmiu dni wysoką gorączką, nocnymi potami, nieproduktywnym kaszlem i biegunką. Trzy dni wcześniej przyjęta była do szpitalnego oddziału ratunkowego z powodu biegunki. Podczas oględzin wyglądała dobrze, bez wysypki i limfadenopatii. Płuca miała czyste przy osłuchiwaniu, nie stwierdzono też powiększenia wątroby ani śledziony. Przeprowadzono badania w kierunku zakażenia Streptococcus pyogenes, badania moczu wraz z posiewem – wyniki były ujemne. RTG płuc nie wykazało zmian. W badaniu krwi stwierdzono leukocytozę 16 000/mm3, w tym 20% limfocytów i 10% pałeczkowatych neutrofili. Wypisana została z rozpoznaniem wirusowego zakażenia żołądkowo-jelitowego. Chociaż biegunka minęła, dziecko wróciło do szpitala z powodu utrzymującej się wysokiej gorączki i kaszlu. Historia jej choroby nie wyróżniała się niczym specjalnym, nie odnotowano u niej mogącej mieć znaczenie ekspozycji na cokolwiek ani historii odbytych podróży. Dodatkowe badania obejmowały testy w kierunku zakażenia HIV, czynnika reumatoidalnego, przeciwciał przeciwjądrowych, w kierunku obecności przeciwciał IgM dla Cryptococcus, Histoplasma, Mycoplasma, Coxiella, Brucella, Borrelia i Bartonella. Wszystkie wyniki badań były ujemne. Posiewy krwi były także ujemne. 

Badanie CT klatki piersiowej z kontrastem wykazywało w płucach rozproszone guzki o średnicy 2–3 mm, ale nie stwierdzono znamiennych zmian węzłów chłonnych pachowych i śródpiersia ani limfadenopatii. Badanie CT jamy brzusznej wykazało wiele ognisk o zmniejszonej gęstości w wątrobie i lewej nerce. Biopsja szpiku kostnego nie wskazywała na nowotwór złośliwy. Aby wykluczyć zmiany zatorowe, wykonano CT kości i echokardiogram, które dały wynik ujemny.

Z powodu uporczywej gorączki (38,9oC), badania CT powtórzono w 28. dniu choroby. Ujawniły one dalszą progresję guzków w płucach i wątrobie. Biopsja klina wątroby, wykonana w 30. dniu, ujawniła kilka dużych ziarniniaków martwiczych. Wszystkie przeprowadzone barwienia histologiczne (Giemsy, Steinera, Grama i pałeczek kwasoopornych) były negatywne. Wykryto natomiast metodą PCR DNA Bartonella spp. Wykonano powtórnie badanie serologiczne surowicy dziecka w kierunku zakażenia Bartonella spp. i wykryto swoiste przeciwciała IgG dla tych bakterii w mianie 256. 

Rozpoczęto podawanie azytromycyny i ryfampicyny. Podczas kolejnych rozmów matka przypomniała sobie, że dziecko miało kontakt z bezpańskim kotem, kilka tygodni przed wystąpieniem objawów choroby. Pacjentka został wypisana do domu, bez gorączki, z wyraźną poprawą kliniczną, z zaleceniem doustnej antybiotykoterapii. Leczenie zakończono po pięciu tygodniach. Wskaźniki stanu zapalnego wróciły do normy. Hodowle materiałów pobranych podczas biopsji zarówno w warunkach tlenowych, jak i beztlenowych były ujemne. 

Inne bartonelozy

Wszystkie bartonelozy to zoonozy, które dotyczą ludzi mających kontakt z domowymi oraz dzikimi zwierzętami, które są rezerwuarem tych drobnoustrojów [23]. Obecnie wiadomo, że w zależności od gatunku Bartonella rezerwuarem tych drobnoustrojów mogą być: sarna, wiewiórka ziemna, kangur, kojot, królik, kret, psy oraz koty. Bakterie te są przenoszone przez pchły, wszy i kleszcze, które żywią się krwią zakażonych ssaków. Stawonogi będące wektorem bakterii rodzaju Bartonella wykazują swoistość dotyczącą zarówno przenoszonego gatunku bakterii, jak i rezerwuaru [23]. 

W ostatnich latach obserwuje się nawrót dawnych zakażeń w nowej formie oraz pojawienie się nowych czynników etiologicznych wśród bakterii rodzaju Bartonella. Bartonelozy wywołane przez te bakterie stanowią poważne zagrożenie dla zdrowia człowieka i zaliczane są do grupy tak zwanych nawracających i nowo pojawiających się chorób (re-emerging i emerging diseases). Przykładem są choroby wywołane przez Bartonella quintana, dawniej czynnik etiologiczny przenoszonej przez wszy gorączki okopowej oraz nowo opisane gatunki rodzaju Bartonella, jak B. henselae, B. elizabethae, B. koehlerae. Z ponad dwudziestu dotychczas opisanych gatunków rodzaju Bartonella siedem jest związanych z zachorowaniami u ludzi [24, 25]. 

Gorączka okopowa, nazywana również gorączką wołyńską lub gorączką pięciodniową, występowała na początku XX w., w czasie I wojny światowej. Była chorobą szerzącą się epidemicznie w okopach, szczególnie na froncie wschodnim. Miała charakterystyczny przebieg: co 5 dni występował gwałtowny wzrost temperatury ciała z utratą świadomości, będącą wynikiem zakażenia ośrodkowego układu nerwowego. Czynnikiem etiologicznym była Rochalimea quintana, obecnie nazywana Bartonella quintana. W czasie II wojny światowej gorączka okopowa prawie nie występowała, po wojnie nie stwierdzano jej występowania w ogóle ani w zachodniej Europie, ani w Polsce. Uważano więc, że jest to choroba współcześnie już niewystępująca. Tak było do drugiej połowy lat 80. XX w. Wtedy nagle zaczęto stwierdzać u pojedynczych ludzi zapalenie wsierdzia, gorączkę, zapalenie węzłów chłonnych o nieznanej etiologii, najpierw w Ameryce, potem we Francji i w całej Europie. Po wyizolowaniu czynnika etiologicznego okazało się, że jest to ta sama bakteria, która wywoływała gorączkę okopową. 

Tab. 3. Różnicowanie limfadenopatii
 

Początkowo stwierdzano występowanie tych bakterii u chorych na AIDS jako zakażenie oportunistyczne. Zarówno w Stanach Zjednoczonych Ameryki Północnej, jak i w Europie wykazano, że u chorych na AIDS B. quintana może być przyczyną wielu schorzeń. W następnych latach wykryto ją także u ludzi wolnych od zakażenia wirusem HIV. W 1989 r. stwierdzono, że czynnikiem etiologicznym zakażeń może być również nowy gatunek bakterii z tego rodzaju – B. henselae. Obecnie wiadomo, że zakażenia różnymi gatunkami bakterii z rodzaju Bartonella mogą występować w różnych postaciach zarówno u chorych na AIDS, u chorych z obniżoną odpornością, z chorobami wyniszczającymi, biorcami przeszczepów, jak też u ludzi ze sprawnym układem odpornościowym. Zakażenia B. quintana występują obecnie w środowisku wolnym od wszy, a przebieg zakażenia jest inny niż gorączki okopowej; nie szerzy się ono epidemicznie, nie towarzyszą mu nawroty gorączki pięciodniowej. Nie jest to choroba przenoszona obecnie przez wszy. Mogą przenosić ją różne gatunki pcheł, a także kleszcze [24]. 

Wszystkie gatunki należące do rodzaju Bartonella mają zdolność do wywoływania zakażeń u wielu gatunków zwierząt domowych i dziko żyjących oraz u ludzi. Poszczególni przedstawiciele Bartonella spp. posiadają swoistość gatunkową w stosunku do swoich żywicieli (tabela 4). 

Bakterie te wykazują tropizm do dwóch typów komórek gospodarzy: erytrocytów i komórek nabłonka. Rozmieszczenie geograficzne poszczególnych gatunków należących do rodzaju Bartonella wynika z zasięgu występowania ich wektorów i gospodarzy. Niektóre gatunki rodzaju Bartonella występują na całym świecie jak B. quintana, B. henselae. Przeciwieństwem jest B. bacilliformis wywołująca zakażenia endemiczne na terenie Peru, Kolumbii i Ekwadoru, co jest związane z występowaniem ich wektora Lutzomyia verrucatum tylko na tych obszarach. B. clarridgeiae, B. elizabethae, B. weissii są wykrywane w Europie i USA. B. vinsonii subsp. vinsonii i B. kohlerae dotychczas były znajdowane wyłącznie w USA. B. vinsonii subsp. berkhoffii w Europie, USA i Afryce. B. grahamii, 
B. taylorii, B. doshiae, B. tribocorum, B. birtlesii, B. alsatica dotychczas wykryto tylko w Europie [23]. 
 

Tab. 4. Choroby wywoływane u ludzi przez różne gatunki bakterii Bartonella spp.

¹ Rezerwuar podstawowy – rezerwuar zarazka (człowiek, zwierzę, stawonóg, roślina itp.), w którym czynnik zakaźny żyje, rozmnaża się. Stanowi środowisko naturalne dla czynnika zakaźnego, od którego zależy przeżycie i on reprodukcja patogenu w takiej formie, że może on być przenoszony na podatnego osobnika.
² Nieokreślony – ze względu na pojedyncze izolacje drobnoustroju zasięg jego występowania jest nieznany.

Najlepiej poznanym rezerwuarem Bartonella spp. są koty. Są one pierwotnymi żywicielami: B. henselae oraz B. clarridgeiae, B. koehlerae. B. henselae stwierdza się u około 1% do 56% kotów w zależności od trybu życia kota i kraju pochodzenia. W Polsce w województwie mazowieckim stwierdzono występowanie B. henselae u ponad 10% kotów, a B. clarridgeiae u 1 z 137 badanych zwierząt [7, 25, 26]. 

Człowiek stanowi rezerwuar dwóch gatunków: B. quintana i B. bacilliformis. Badania prowadzone w ostatnich latach wykazały, że człowiek może być też przypadkowym gospodarzem dla: B. elizabethae, B. grahamii, B. henselae, B. clarridgeiae, B. koehlerae, B. vinsonii, B. washoensis, B. alsatica. 

Inne rezerwuary bakterii należących do rodzaju Bartonella wywołujące bartonelozy u ludzi to: szczur Rattus norvegicus (B. elizabethae), myszy i małe gryzonie Clethrionomys glareoulus, Microtus agresitis, Apodermus flavicolis, Peromyscus leucopus (B. grahamii, B. vinsonii subp. arupensis), kojot (B. vinsonii subp. berkhoffii), wiewiórka ziemna (B. washoensis), królik (B. alsatica). Psy są uważane za rezerwuar B. vinsonii subsp. berkhofii. Drobnoustroje tego gatunku mają zdolność do wywoływania długotrwałych bakteriemii u tych zwierząt. Psy mogą być również przypadkowymi gospodarzami: B. henselae, B. clarridgeiae, 
B. washoensis, B. elizabethae i B. quintana [23].

Objawy zakażeń Bartonella spp. u ludzi są bardzo zróżnicowane. Bartonelozy mogą być przyczyną zapalenia wsierdzia, zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych, zapalenia płuc, naczyniakowatości (bacillary angiomatosis), plamicy wątrobowej (pelosis hepatitis), zapalenia gałki ocznej, choroby kociego pazura i innych. 

Jak wskazują dane z całego świata, bakterie z rodzaju Bartonella mogą atakować wiele układów i narządów. Wspólną cechą wszystkich zachorowań jest bakteriemia, której w większości przypadków towarzyszy gorączka. U niektórych chorych z bakteriemią może dojść do zapalenia wsierdzia. W tych przypadkach konieczna jest zwykle wymiana zastawek. Poszukując przyczyn gorączki o nieokreślonej etiologii lub czynnika etiologicznego zapalenia wsierdzia, należy brać pod uwagę zakażenie bakteriami z rodzaju Bartonella. 

Inna postać zakażenia, choroba rozrostowa naczyń (bacillary angiomatosis) najczęściej dotyczy skóry, może obejmować warstwy powierzchniowe naskórka, skóry lub warstwy podskórne. Zmiany mogą być pojedyncze lub liczne, rozsiane. Pierwotna zmiana w postaci grudki stopniowo rozrasta się i tworzy guzki, których charakterystyczną cechą jest długotrwałe krwawienie po nakłuciu. Głębokie zmiany są albo ruchome, albo związane z leżącym pod nimi strukturami, w tym także kośćmi; mogą występować również na błonach śluzowych jamy ustnej, odbytu lub całego przewodu pokarmowego. 
Pelosis hepatitis wykrywana jest u ludzi zażywających steroidy anaboliczne, z zaawansowaną chorobą nowotworową lub innymi chorobami wyniszczającymi, jak gruźlica i zakażenie HIV. Wspólną cechą chorych jest przebywanie w bardzo złych warunkach sanitarnych, niedożywienie, alkoholizm. Choroba najczęściej pojawia się w populacji osób bezdomnych [23].

Leczenie bartoneloz

Brak jest ustalonych i sprawdzonych schematów leczenia bartoneloz. Leczenie zależne jest od postaci choroby oraz stanu układu odpornościowego chorych i polega najczęściej na połączeniu dwóch lub trzech antybiotyków [9, 12, 13].

Leczenie jest konieczne wtedy, kiedy dochodzi do uogólnionego powiększenia węzłów chłonnych, zapalenia wielu węzłów chłonnych, zapalenia wsierdzia lub zapalenia gałki ocznej i nerwu ocznego. Poza tym leczyć trzeba tych chorych, którzy mają obniżoną odporność, zakażonych wirusem HIV, poddanych kuracji immunosupresyjnej po przeszczepie lub chorych z nowotworami.

Zalecane jest ono w rozległej limfadenopatii. Chorym podaje się azytromycynę, z powodzeniem stosowana jest także cyprofloksacyna, ryfampicyna, trimetoprim z sulfametoksazolem, klarytromycyna, azytromycyna. 
W przypadku skomplikowanego CSD zaleca się stosowanie trimetoprimu-sulfametoksazolu, cyprofloksacyny lub azytromycyny oraz gentamycyny, która powinna być zarezerwowana dla ciężko chorego pacjenta. 

W zapaleniu wsierdzia w przebiegu bartonelozy skuteczną terapią jest podawanie aminoglikozydów nie krócej niż przez 14 dni, co zapobiega nawrotom i zmniejsza śmiertelność. W przypadkach braku odpowiedzi na leczenie nafcyliną i gentamycyną, gdy konieczna jest wymiana zastawek serca, po zabiegu skuteczna jest wankomycyna z imipenemem. W leczeniu rzadko występującej obecnie gorączki okopowej lub przewlekłej bakteriemii, których czynnikiem etiologicznym jest Bartonella quintana, zaleca się podawanie doksycykliny przez cztery tygodnie w połączeniu z gentamycyną w pierwszych dwóch tygodniach leczenia. 

Diagnostyka

Przez wiele lat rozpoznanie CSD polegało na rozpoznaniu klinicznym i wykonywaniu mało swoistego badania histopatologicznego, które może jedynie wskazywać na CSD, gdyż podobne zmiany w węźle występują w przypadku limfadenopatii wywołanych przez różne bakteryjne czynniki jak np. gruźlica, tularemia.

Bakterie rodzaju Bartonella są trudne do hodowli. Podejmowane są próby hodowli w liniach komórkowych i na wzbogaconych podłożach bakteriologicznych. 
Hodowano szczepy bakterii B. henselae w linii komórkowej L-929, wyprowadzonej z fibroblastów mysich. Można uzyskać wzrost tych bakterii na bogatych podłożach bakteriologicznych z krwią (podłoże czekoladowe), inkubując próbki przez 5–8 dni [10]. Jednak czułość tych metod nie zawsze pozwala na jednoznaczne stwierdzenie, że wynik ujemny hodowli jest równoznaczny z brakiem zakażenia. 

W związku z tymi trudnościami powszechnie stosowane są różne techniki serologiczne. Diagnostyka serologiczna zakażeń bakteriami rodzaju Bartonella oparta jest na oznaczaniu przeciwciał klasy IgM i IgG metodą immunofluorescencji pośredniej. Swoistość gatunkową wykazują przeciwciała IgM, natomiast IgG mają swoistość rodzajową.
Badania serologiczne oraz łańcuchowa reakcja polimerazy (PCR) uważane są za najlepsze obecnie metody diagnostyczne w rozpoznaniu bartoneloz. 
Pobierany wycinek powiększonego węzła chłonnego w celu badań histopatologicznych wykorzystany może być jednocześnie do wykrycia DNA Bartonella spp. metodą PCR. W przypadku zapalenia wsierdzia wykonuje się PCR w świeżo usuniętych zastawkach [10, 13, 17, 27]. 

Bartonelozy zaliczane są do chorób nowo pojawiających się bądź nawracających (emerging/re-emerging diseases), na które należy zwrócić szczególną uwagę, bowiem liczba rozpoznawanych przypadków o ciężkim przebiegu stale wzrasta. Z drugiej jednak strony są to zakażenia, które według Światowej Organizacji Zdrowia należy zaliczyć również do grupy chorób bagatelizowanych, niedostrzeganych (neglected diseases). 
 

PIŚMIENNICTWO

1. Pearce J.M.S.: Parinaud’s syndrome. J Neurol Neurosurg Psychiatry 2005; 76, 99.
2. Birkness K.A., George V.G., White E.H., Stephens D.S., Quinn F.D.: „Intracellular growth of Afipia felis, a putative etiologic agent of cat scratch disease”. Infection and Immunity. 1992, 60, 2281–7.
3. Jerris R.C., Regnery R.L.: Will the real agent of cat-scratch disease please stand up?”. Annu. Rev. Microbiol. 1996, 50, 707–25. 
4. Chomel B.B., Kasten R. W.: Bartonellosis, an increasingly recognized zoonosis. J Appl Microbiol. 2010, 109, 743-50. 
5. Nasereddin A., Risheq A., Harrus S, Azmi K., Ereqat S., Baneth G., Salant H., Mumcuoglu K.Y., Abdeen Z.: Bartonella species in fleas from Palestinian territories: prevalence and genetic diversity. J Vector Ecol. 2014, 39, 261–70.
6. Podsiadly E., Chmielewski T., Sochoń E., Tylewska-Wierzbanowska S.: Bartonella henselae in Ixodes ricinus ticks removed from dogs. Vector Borne Zoonotic Dis. 2007, 7, 189–92.
7. Podsiadly E., Chmielewski T., Marczak R., Sochoń E., Tylewska-Wierzbanowska S.: Bartonella henselae in the human environment in Poland. Scand J Infect Dis. 2007, 39, 956–62. 
8. Massei F., Gori L., Macchia P., Maggiore G.: The expanded spectrum of bartonellosis in children .Infect Dis Clin North Am. 2005, 19, 691–711.
9. Wieczorek M., Elwertowski M., Podsiadły E., Kostrzewski P., Tylewska-Wierzbanowska S.: Choroba kociego pazura – diagnostyka i leczenie. Reumatologia 2011, 49, 294–297.
10. Podsiadły E., Sapiejka E., Dąbrowska-Bień J., Majkowski J., Tylewska- Wierzbanowska S.: Diagnostyka choroby kociego pazura oraz współczesne metody rozpoznania bartoneloz – opis przypadku. Pol Merkur Lekarski. 2009, 26, 131–135.
11. Mathews D.M., Vance K.M., McMahon P.M., Boston C., Bolton M.T.: An atypical Case of Bartonella henselae osteomyelitis and hepatic disease. Case Reports in Pediatrics 2018, Article ID 2 750 275.
12.  //doi.org/10.1155/2018/2 750 275 
13. Podsiadły E., Chmielewski T., Tylewska-Wierzbanowska S.: Bartonella henselae and Borrelia burgdorferi infections of the central nervous system. Ann N Y Acad Sci. 2003, 990, 404–6.
14. Chmielewski T., Kuśmierczyk M., Roguska U., Lewandowska G., Fiecek B., Cielecka-Kuszyk J., Parulski A., Tylewska-Wierzbanowska S.: Tick-born pathogens: Bartonella spp., Borrelia burgdorferi sensu lato, Coxiella burnetii, and Rickettsia spp may trigger endocarditis. Advances in Clinical and Experimental Medicine (w druku).
15. Erdem G., Watson J.R., Hunt W.G., Young C., Tomatis Souverbielle C., Honegger J.R., Cassady K.A., Ilgenfritz M., Napolitano S., Koranyi K.: Clinical and radiologic manifestations of bone infection in children with Cat Scratch Disease. J Pediatr. 2018 Oct;201:274-280.e12. doi: 10.1016/j.jpeds.2018.05 033. Epub 2018 Jul 2.
16. Donoso G., Paulsen C., Riquelme P., Lobo G., Gutierrez D., Perez A., Jiménez C.: Bone scintigraphy in children with cat scratch disease. Clin Nucl Med. 2013, 38, 936–939.
17. Ouellette C.P., Joshi S., Texter K., Jaggi P.: Multiorgan Involvement Confounding the Diagnosis of Bartonella henselae Infective Endocarditis in Children With Congenital Heart Disease. Pediatr Infect Dis J. 2017, 36, 516–520.
18. Chmielewski T., Brydak-Godowska J., Fiecek B., Rorot U., Sędrowicz E., Werenowska M., Kopacz D., Hevelke A., Michniewicz M., Kęcik D., Tylewska-Wierzbanowska S.: Bacterial tick-borne diseases caused by Bartonella spp., Borrelia burgdorferi sensu lato, Coxiella burnetii, and Rickettsia spp. among patients with cataract surgery. Adv Exp Med Biol. 2017, 1020, 33–42.
19. Oray M., Onal S., Akbay A.K., Tutkon I. T.: Diverse clinical signs of ocular involvement in cat scratch disease. Turk J. Ophtalmol. 2017, 47, 9–17. 
20. Cheng Y., Fu Y-B., Xu X-F., Pan Y., Lu C-Y., Zhu X-L., Li Q-H., Yu R-S.: Lymphadenitis associated with cat-scratch disease simulating a neoplasm: Imaging findings with histopathological associations. Oncology letters 2018, 15, 195–204.
21. Dona D., Fovino L. N., Mozzo E., Cabrelle G., Bordin G., Lundin R., Giaquinto C., Zangardi T., Rampon O.: Osteomyelitis in cat scratch disease: a never-ending dilemma – a case report and literature review. Case Reports in Pediatrics. 2018, Article ID 16 793 306 //doi.org/ 1155/ 2018/1 679 306.
22. Zellali K., Benard E., Smokvina E., Belgaid A., Labbé F., Bertrand V.: Multifocal pelvic osteomyelitis in a child associated with a cat-scratch disease: a case report and review of literature. Paediatr Int Child Health. 2018, 10, 1–4. 
23. Bandyopadhyay A., Burrage L.C., Gonzalez B.E.: Pulmonary nodules in an immunocompetent child with cat scratch disease. Pediatr Infect Dis J. 2013, 32, 1390-13 922. 
24. Welc-Falęciak R.: Współczesna wiedza o zakażeniach wywoływanych przez pałęczki Bartonella. Przegląd Epidemiol. 2009, 63, 11–17. 
25. Podsiadly E., Karbowiak G., Tylewska-Wierzbanowska S.: Presence of Barto-nella spp. in Ixodidae ticks. Clin Microbiol Infect. 2009, 15 Suppl 2:120–1.
26. Fiecek B., Chmielewski T., Lewandowska G., Tylewska-Wierzbanowska S. Characteristics of Bartonella spp. infections in Poland in the years 2009-2012 identified in the laboratory of National Institute of Public Health-National Institute of Hygiene. Przegl Epidemiol. 2013, 67:637–40.
27. Chmielewski T., Podsiadły E., Tylewska-Wierzbanowska S.: Presence of Bartonella spp. in various human populations. Pol J Microbiol. 2007, 56, 33–8.
28. Podsiadły E., Żabicka D., Demkow U., Waleria Hryniewicz W., Tylewska- Wierzbanowska S.: Susceptibility of Polish Bartonella henselae strains. Polish J. Microbiol, 2012, 61, 143–145.